UMR8261 Expression Génétique Microbienne

CNRS / Université Paris Diderot Paris 7

Directeur : Harald Putzer, Directeur-adjoint : Ciarán Condon

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Contrôle de l'expression génétique par les ARN

Resp : Eliane Hajnsdorf

 

  Les bactéries doivent réagir et s’adapter très rapidement à des stress ou des modifications de leur environnement. Dans ce but, l'une des stratégies mises en œuvre par ces organismes consiste à réguler l’expression de certains gènes au niveau post-transcriptionnel en utilisant des ARN ou des protéines comme agents régulateurs. Le projet de notre équipe vise (1) à identifier les divers mécanismes par lesquels l’expression génique est modulée chez Escherichia coli, soit directement, soit indirectement, par des molécules aussi différentes que les ARN régulateurs (ARNs) ou des protéines impliquées dans le métabolisme des ARN telles que des ribonucléases, la poly(A)polymérase, Hfq et sans doute d’autres et (2) caractériser les divers circuits de régulation impliquant des ARNs et d’autres facteurs régulant la transcription et la traduction.

   Notre équipe a été créée en septembre 2012 par la fusion de deux équipes s‘intéressant déjà au contrôle post-transcriptionnel de l’expression génique chez les bactéries à Gram négatif, et plus précisément au rôle des ARN dans ce processus (« Contrôle traductionnel chez les bactéries à Gram négatif » dirigée par M. Springer et « Expression génétique et stabilité de l’ARN » co-dirigée par P. Regnier and E. Hajnsdorf).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


 

Mécanismes de régulation de l’expression génique par des ARN

 

   La régulation de l'expression des gènes joue un rôle clé dans l’adaptation des bactéries à leur environnement. Cette régulation a d'abord été mise en évidence au niveau de la transcription, la première étape de l'expression génique. Ce n’est que plus tard que la régulation à des étapes postérieures à la transcription, également appelée contrôle post-transcriptionnel, a été découverte. Le rôle crucial que joue l'ARN dans le contrôle post-traductionnel chez les bactéries, mais aussi dans les autres domaines du vivant, est connu depuis plusieurs décennies. Depuis une quinzaine d'années cependant, le nombre d'ARN régulateurs identifiés a explosé et notre compréhension de la diversité des mécanismes utilisés par ces molécules pour contrôler l'expression génique a fortement progressé.


   Nos projets visent à étudier le rôle d’éléments cis de l’ARNm dans le contrôle traductionnel opéré par certaines protéines ribosomiques, les mécanismes par lesquels des ARN antisens et des ARNs régulent l’expression de l’ARNm, ainsi que la fonction d’autres facteurs tels que les ribonucléases ou la protéine chaperon à ARN Hfq dans cette régulation.
Nous utilisons Escherichia coli comme organisme modèle compte tenu d'une part de la connaissance générale que nous avons de cette bactérie et d'autre part des nombreux outils disponibles pour la mise en œuvre de ces projets. Nombre de nos résultats devraient être transposables à d’autres entérobactéries qu’elles soient ou non pathogènes.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


 

   

 

 

Maturation et stabilité de l’ARN

 

   Chez E. coli, la stabilité des ARN dépend de coupures endoribonucléotidiques qui déclenchent(?) la dégradation des ARN et aussi de l’addition en 3' de séquences poly(A) qui facilitent l’élimination des fragments d’ARN par les exoribonucléases. D’autres facteurs comme les hélicases à ARN, les ribosomes, la protéine Hfq et des ARN régulateurs participent à ces processus. Bien que la majorité des ribonucléases, si ce n'est toutes, qui interviennent dans la maturation ou la dégradation des ARN aient déjà été identifiées, leur fonction spécifique n’est pas connue. Nous avons découvert de manière surprenante que la polyadénylation des ARN bactériens participait à leur dégradation. Longtemps considérée comme une spécificité des ARNm eucaryotes, la polyadénylation est maintenant reconnue comme un processus universel affectant toutes les catégories d’ARN. Chez les eucaryotes et les procaryotes, cette voie de dégradation joue un rôle dans le contrôle de la qualité des ARN en permettant la dégradation spécifique des ARN non fonctionnels. Elle permet également la dégradation exoribonucléolytique des petits fragments d’ARN produits par les endoribonucléases lors de la maturation et l’inactivation des transcrits primaires. De plus, la poly(A)polymérase modifie la stabilité fonctionnelle des ARNm, démontrant ainsi que la polyadénylation peut intervenir dans l’expression génique chez E. coli.

   La protéine Hfq est impliquée dans différents mécanismes incluant la dégradation et la traduction. Cette protéine a une fonction essentielle après des stress et participe à l’expression de facteurs de virulence chez de nombreuses bactéries pathogènes. Elle peut agir directement ou indirectement en facilitant l’interaction entre les ARNm et les ARNs. Curieusement, Hfq modifie également l’abondance de certains ARNm et ce indépendamment de leur dégradation. De plus, elle est impliquée dans la dégradation poly(A)dépendante des ARN. Nous mettons en œuvre des approches in vivo et in vitro pour analyser le mode d’action de Hfq ainsi que sa fonction dans le métabolisme cellulaire.

   Notre objectif principal est ainsi de comprendre comment ces facteurs participent à la régulation de l’expression génique par l’ARN.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


 

 

Les ARNs dans les réseaux de régulation de la cellule.

 

   De nombreux travaux ont pointé les fortes connexions liant les ARNs à d’autres régulateurs. En effet, si la transcription des ARNs est régulée par des facteurs de transcription ou des facteurs sigma alternatifs, inversement, de nombreux ARNs régulent directement la synthèse de certains facteurs de transcription. La biologie sous-jacente à cette intrication de boucles de régulation est à l'heure actuelle très mal comprise. Nous étudions divers systèmes géniques qui ont fait ressortir cette incroyable et surprenante complexité. Ainsi, deux ARNs indépendants qui régulent par des mécanismes similaires l'expression du système à deux composants PhoP/PhoQ ont des effets totalement différents sur l’expression du régulon PhoP. Si l’on considère la compétition que se livrent les ARNs pour accéder à Hfq et celle à laquelle se livrent plusieurs ARNm pour être ciblés par un même ARNs, nos résultats soulignent la nécessité de faire intervenir la biologie des systèmes dans l'étude de la régulation de l'expression génique par les ARNs.

 

 

 

 

 

 

 

 


 

 

Composition actuelle de l'équipe

 

     
Eliane Hajnsdorf-Casnabet DR1 CNRS
Joël Caillet CR1 CNRS
Claude Chiaruttini CR1 CNRS
Maude Guillier CR1 CNRS
Fanette Fontaine MC P7
  Thao Nguyen Le Lam Post-Doc ANR
  Mark Rutgers Post-Doc Labex
Jonathan Jagodnik Ph. D
Anaîs Brosse AI
Maxence Lejars Doctorant

 

Anciens membres

Equipe "Contrôle de l'expression génétique par les ARN"

  • Alexandre Maes Post-Doc (janvier 2014- septembre 2015)
  • Céline Gracia IE2 (déc. 2009-oct. 2016)
  • Nathalie Sisattana CDD IE (Octobre 2015-Juin 2016)
  • Rachid Boudjelloul CDD AI (Juin 2013-Juillet 2014)
  • Harry Kemble M2 (2013)
  • Rudi Zimmermann 2ème année AgroParisTech (Avril-Août 2017)
  • Agata Staszak ERASMUS (2013)
  • Fanny Vazzoler M1 (Février-Avril 2014)
  • Victoria Prudent  M1 (juin-juillet 2014)

Equipe « Expression génétique et stabilité de l’ARN »

  • Philippe Régnier PRCE1 Paris 7 (Emérite depuis septembre 2013 UPR9080)
  • Véronique Arluison MC2 Paris 7 (2001- 2008)
    Anne Vanet MC1 Paris 7
  • Marie Dancer-Thibonnier Post-doc ATER Paris 7 (décembre 2010- août 2011)
  • Florent Busi Post-doc ATER Paris 7 (octobre 2006- septembre 2008)
  • Jacques Le Derout AI CNRS (départ octobre 2009)
  • Mathieu Ballouche PhD
    Alexandre Maes PhD (diplôme en 2010)
    Marc Folichon PhD (diplôme en 2005)
    Paulo Marujo PhD (diplôme en 2004)
    Jeanette Haugel-Nielsen PhD (diplôme en 1998)
    Frédérique Braun PhD (diplôme en 1997)
  • Elise Gasiorowski M2 (2013)
    Olatz Ruiz-Larabeiti Programme Leonardo da Vinci (2011)
    Jessica Berlier ERASMUS (2010)
    Pau Packard ERASMUS (2009)
    Farouk Satouri (juin-juillet 2008)
    Géraldine Joanny ERASMUS (2005)
    Elisa Gaetani ERASMUS (2004)
    Katarzyna Ziolkowska ERASMUS (2003)
  • Maxence Lejars M1 (mai-juin 2015)
    Jean - Michel Desfontaines Magistère (juillet-septembre 2012)
    Romain Bouvier BTS (mai-juin 2011)
    Diane Lebrun L3 ENS Lyon (2010)

Visiteurs

  • Irina Boni 2 mois chaque année (2002-2010)
    Marc Uzan DR2 CNRS (avril 2013-décembre 2013)


Equipe « Contrôle traductionnel chez les bactéries »

  • Mathias Springer DR1 CNRS Emérite dans l’équipe Condon depuis septembre 2012
  • Frédéric Allemand IR2 CNRS
    Anna Korobeinikova Post-doc ANR
    Alexei Korepanov Post-doc Marie Curie
    Pascale Aliprandi Post-doc ANR
  • Audrey Coornaert PhD (diplôme en 2012)
  • Anthony Calvino M2 (2011)
    Francisco Martins Programme Leonardo da Vinci (2011)

 

 

Principales publications

    2017

  1. Jagodnik, J., Chiaruttini, C. Guillier, M.. (2017). "Stem-Loop Structures within mRNA Coding Sequences Activate Translation Initiation and Mediate Control by Small Regulatory RNAs." Mol Cell 68(1): 158-170 e153.

  2. Maes A., Gracia C. , Innocenti N. , Zang K. , Aurell E. & Hajnsdorf E. (2017) "Landscape of RNA polyadenylation in E. coli" Nucleic Acids Res. 45, 2746-2756, https://doi.org/10.1093/nar/gkw894

  3. Jagodnik, J., Brosse, A., Le Lam, T.N., Chiaruttini, C., Guillier, M. (2017) "Mechanistic study of base-pairing small regulatory RNAs in bacteria". Methods 117: 67-76 doi: 10.1016/j.ymeth.2016.09.012

  4. Le Lam, T.N., Morvan, C., Liu, W., Bohn, C., Jaszczyszyn, Y. & Bouloc, P., (2017) Finding sRNA-associated phenotypes by competition assays: An example with Staphylococcus aureus". Methods 117: 21-27 doi: 10.1016/j.ymeth.2016.11.018

  5. 2016

  6. Jagodnik, J., Thieffry, D. and Guillier, M. (2016) Bacterial Small RNAs in Mixed Regulatory Circuits, in Stress and Environmental Regulation of Gene Expression and Adaptation in Bacteria (ed F. J. de Bruijn), John Wiley & Sons, Inc., Hoboken, NJ, USA. doi: 10.1002/9781119004813.ch33

  7. Brosse, A.; Korobeinikova, A.; Gottesman, S.; Guillier, M. (2016) "Unexpected properties of sRNA promoters allow feedback control via regulation of a two-component system" Nucl. Acids Res. 2016 44: 9650-9666

  8. Ruiz-Larrabeiti, O., Hernández, A., Gracia, C., Sevillano, E., Gallego, L., Hajnsdorf, E. & Kaberdin, V. (2016) "A new custom microarray for sRNA profiling in Escherichia coli" FEMS Microbiology Letters, 363, (13). (Editor's choice)

  9. Fontaine, F., Gasiorowski, E., Gracia, C., Ballouche, M., Caillet, J., Marchais, A. & Hajnsdorf, E. "The small RNA SraG participates in PNPase homeostasis." RNA 22, 1560-73

  10. 2014

  11. Boudry, P., Gracia, C., Monot, M., Caillet, J., Saujet L., Hajnsdorf, E., Dupuy, B., Martin-Verstraete, I.  & Soutourina, O.  (2014) "Pleiotropic role of the RNA chaperone protein Hfq in the human pathogen Clostridium difficile" J. Bacteriol., 196, 3234-32-48

  12. Caillet J., Gracia C., Fontaine, F. and Hajnsdorf, E.(2014) "Clostridium difficile Hfq can replace Escherichia coli Hfq for most of its function" RNA ; 20: 1567-1578

  13. Hammann P., Parmentier D., Cerciat M., Reimegard J., Helfer AC., Boisset S., Guillier M., Vandenesch F., Wagner EG., Romby P. and Fechter P., (2014), A method to map changes in bacterial surface composition induced by regulatory RNAs in Escherichia coli and Staphylococcus aureus, Biochimie, 2014 Nov;106:175-9. doi: 10.1016/j.biochi.2014.07.011..

  14. Wenner, N., Maes, A., Cotado-Sampayo, M.  & Lapouge, K. (2014) NrsZ: a novel, processed, nitrogen-dependent, small non-coding RNA that regulates Pseudomonas aeruginosa PAO1 virulence. Environ Microbiol. 16, 1053-68

  15. 2013

  16.  Bos J., Duverger Y., Thouvenot B., Chiaruttini C., Branlant C., Springer M., Charpentier B. & Barras F. (2013) The sRNA RyhB regulates the synthesis of the Escherichia coli methionine sulfoxide reductase MsrB but not MsrA, PLoS One, 8(5): e63647.

  17. Maes, A., Gracia,C.,  Bréchemier-Baey, D., Hamman, P., Chatre, E., Lemelle, L., Bertin, P. N. & Hajnsdorf, E. (2013) Role of polyadenylation in regulation of the flagella cascade and motility in E. coli. Biochimie, 95, 410-418.

  18. Régnier, Ph. &  Hajnsdorf,  E. (2013) The interplay of Hfq, poly(A) polymerase I and exoribonucleases at the 3' ends of RNAs resulting from Rho-independent termination: a tentative model. RNA Biology 10(4)

  19. Mandin P. and Guillier M. (2013). Expanding control in bacteria: interplay between small RNAs and transcriptional regulators to control gene expression, Current Opinion in Microbiology, 16(2): 125-32.

  20. Coornaert A., Chiaruttini C., Springer M. & Guillier M.(201) Post-transcriptional control of the Escherichia coli PhoQ-PhoP two-component system by multiple sRNAs involves a novel pairing region of GcvB. PLoS Genet, 2013;9(1):e1003156. doi: 10.1371/journal.pgen.1003156. Epub 2013 Jan 3.

    2012

  21. Hajnsdorf, E. & Boni, I. V. (2012) Multiple activities of RNA-binding proteins S1 and Hfq. Biochimie 94, 1544-1553.

  22. Maes, A., Gracia, C., Hajnsdorf, E. & Régnier, Ph. (2012) Search for poly(A) polymerase targets in E. coli reveals its implication in surveillance of Glu tRNA processing and degradation of stable RNAs. Mol Microbiol, 83, 436-451.

  23. Thomason, M. K., Fontaine, F., De Lay, N. & Storz, G. (2012) A small RNA that regulates motility and biofilm formation in response to changes in nutrient availability in Escherichia coli. Mol Microbiol, 84, 17-35.

  24. Ni, M., Decrulle, A. L., Fontaine, F., Demarez, A., Taddei, F. & Lindner, A. B. (2012) Pre-disposition and epigenetics govern variation in bacterial survival upon stress. PLoS Genet. 8(12),

    2011

  25. Mangeol, P., Bizebard, T., Chiaruttini, C., Dreyfus, M., Springer, M., & Bockelmann, U. (2011) Probing ribosomal protein–RNA interactions with an external force. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 18272-18276.

  26. 2010

  27. Busi, F., Le Dérout, J., Cerciat, M., Régnier, Ph. & Hajnsdorf, E.(2010) Is the secondary putative RNA-RNA interaction site relevant to GcvB mediated regulation of oppA mRNA in Escherichia coli ? Biochimie 92, 1458-1461.

  28. Coornaert, A., Lu. A., Mandin, P., Springer, M., Gottesman, S. & Guillier, M. (2010) MicA sRNA links the PhoP regulon to cell envelope stress. Mol. Microbiol., 76, 467-479.

  29. Le Dérout, J., Boni, I. V., Régnier, Ph. & Hajnsdorf, E. (2010) Hfq affects mRNA levels independently of degradation. BMC Mol. Biol. 11, 17.

  30. Noinaj, N., Guillier, M., Barnard, T. J. & Buchanan, S. K. (2010). TonB-dependent transporters: regulation, structure, and function. Annu Rev Microbiol 64, 43-60. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20420522

  31. 2009

  32. Andrade, J. M., Hajnsdorf, E., Régnier, Ph. & Arraiano, C. (2009) The Poly(A)-dependent degradation pathway of rpsO mRNA is primarily mediated by RNase R. RNA 15, 316-326.

  33. Chiaruttini, C., Allemand, F. & Springer, M. (2009) Structural probing of RNA thermosensors. Methods Mol. Biol. 540, 233-245. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19381564

  34. Timsit, Y., Acosta, Z., Allemand, F., Chiaruttini, C. & Springer, M. (2009) The role of disordered ribosomal protein extensions in the early steps of eubacterial 50 s ribosomal subunit assembly. Int. J. Mol. Sci. 10, 817-834.

  35. Régnier, Ph. & Hajnsdorf, E. (2009) Poly(A)-assisted RNA decay and modulators of RNA stability. In : Progress in Nucleic Acids Research and Translational Science 85, 137-185.

  36. 2008

  37. Haentjens-Sitri, J., Allemand, F., Springer, M. & Chiaruttini, C. (2008) A competition mechanism regulates the translation of the Escherichia coli operon encoding ribosomal proteins L35 and L20. J. Mol. Biol. 375, 612-625.

  38. Reichenbach, B., Maes, A., Kalamorz, F., Hajnsdorf, E. & Görke, B. (2008) The small RNA GlmY acts upstream of the sRNA GlmZ in the activation of glmS expression and is subject to regulation by polyadenylation in Escherichia coli. Nucleic Acids Res. 36, 2570–2580.

  39. Roovers, M., Oudjama, Y., Kaminska, K. H., Purta, E., Caillet, J., Droogmans, L. & Bujnicki, J. M. (2008) Sequence-structure-function analysis of the bifunctional enzyme MnmC that catalyses the last two steps in the biosynthesis of hypermodified nucleoside mnm5s2U in tRNA. Proteins 71, 2076-2085.

  40. Guillier, M. & Gottesman, S. (2008). The 5' end of two redundant sRNAs is involved in the regulation of multiple targets, including their own regulator. Nucleic Acids Res 36, 6781-6794.

  41. 2007

  42. Allemand, F., Haentjens, J., Chiaruttini, C., Royer, C.& Springer, M. (2007) Escherichia coli ribosomal protein L20 binds as a single monomer to its own mRNA bearing two potential binding sites. Nucleic Acids Res. 35, 3016-3031.

  43. Caillet, J., Graffe, M., Eyermann, F., Romby, P. & Springer, M. (2007) Mutations in residues involved in zinc binding in the catalytic site of Escherichia coli threonyl-tRNA synthetase confer a dominant lethal phenotype. J. Bacteriol. 189, 6839-6848.

  44. Joanny, G., Le Derout, J., Bréchemier-Baey, D., Labas, V., Vinh, J., Régnier, Ph. & Hajnsdorf, E. (2007) Polyadenylation of a functional mRNA controls gene expression in E. coli. Nucleic Acids Res. 35, 2494-2502.

  45. 2006

  46. Ziolkowska, K., Derreumaux, Ph., Folichon, M., Pellegrini, O., Régnier, Ph., Boni, I. & Hajnsdorf, E. (2006) Hfq variant with altered RNA binding functions. Nucleic Acids Res. 34, 709-720.

  47. Timsit, Y., Allemand, F., Chiaruttini, C. & Springer, M. (2006). Coexistence of two protein folding states in the crystal structure of ribosomal protein L20. EMBO Rep 7, 1013-1018.

  48. Guillier, M., Gottesman, S. & Storz, G. (2006). Modulating the outer membrane with small RNAs. Genes Dev 20, 2338-2348.

  49. Tjaden, B., Goodwin, S. S., Opdyke, J. A., Guillier, M., Fu, D. X., Gottesman, S. & Storz, G. (2006). Target prediction for small, noncoding RNAs in bacteria. Nucleic Acids Res 34, 2791-2802.

  50. Gottesman, S., McCullen, C. A., Guillier, M., Vanderpool, C. K., Majdalani, N., Benhammou, J., Thompson, K. M., FitzGerald, P. C., Sowa, N. A. & FitzGerald, D. J. (2006). Small RNA regulators and the bacterial response to stress. Cold Spring Harb Symp Quant Biol 71, 1-11.

  51. Guillier, M. & Gottesman, S. (2006). Remodelling of the Escherichia coli outer membrane by two small regulatory RNAs. Mol Microbiol 59, 231-247.

  52. 2005

  53. Folichon, M., Allemand, F., Régnier, Ph. & Hajnsdorf, E. (2005) Stimulation of poly(A) synthesis by E.coli poly(A) polymerase I is correlated with Hfq binding to poly(A) tails. FEBS J. 272, 454-463.

  54. Guillier, M., Allemand, F., Graffe, M., Raibaud, S., Dardel, F., Springer, M. & Chiaruttini, C. (2005). The N-terminal extension of Escherichia coli ribosomal protein L20 is important for ribosome assembly, but dispensable for translational feedback control. RNA 11, 728-738.

  55. Guillier, M., Allemand, F., Dardel, F., Royer, C. A.,Springer, M. & Chiaruttini, C. (2005). Double molecular mimicry in Escherichia coli: binding of ribosomal protein L20 to its two sites in mRNA is similar to its binding to 23S rRNA. Mol Microbiol 56, 1441-1456.

  56. 2004

  57. Marujo, P.E., Braun, F., Haugel-Nielsen, J., Le Derout, J., Arraiano, C.M. and Regnier, P. (2003) Inactivation of the decay pathway initiated at an internal site by RNase E promotes poly(A)-dependent degradation of the rpsO mRNA in Escherichia coli. Mol Microbiol. 50, 1283-1294.

    2003

  58. Folichon, M., Arluison, V., Pellegrini, O., Huntzinger, E., Régnier, Ph. & Hajnsdorf, E. (2003) The poly(A) binding protein Hfq protects RNA from RNase E and exoribonucleolytic degradation. Nucleic Acids Res. 31, 7302-7310.

  59. Le Derout, J., Folichon, M., Briani, F., Dehò, G., Régnier, P. & Hajnsdorf, E. (2003) Hfq affects the length and the frequency of short oligo(A) tails at the 3’ end of Escherichia coli rpsO mRNAs Nucleic Acids Res. 31, 4017-4023.

  60. Raibaud, S., Vachette, P., Guillier, M., Allemand, Chiaruttini, C., & Dardel, F. (2003). How bacterial ribosomal protein L20 assembles with 23S ribosomal RNA and its own messenger RNA. J. Biol. Chem. 278, 36522-30.

  61. 2002

  62. Arluison, V., Derreumaux, Ph., Allemand, F., Folichon, M., Hajnsdorf, E. & Régnier, P. (2002) Structural modeling of the Sm-like protein HFq from E. coli. J. Mol. Biol., 320, 705-712.

  63. Raibaud, S., Lebars, I., Guillier, M., Chiaruttini, C., Bontems, F., Rak, A., Garber, M., Allemand, F., Springer, M. & Dardel, F. (2002). NMR structure of bacterial ribosomal protein L20: implications for ribosome assembly and translational control. J. Mol Biol., 323:143-51.

  64. Johansson, J., Mandin, P., Renzoni, A., Chiaruttini, C., Springer, M. & Cossart, P. (2002). An RNA thermosensor controls expression of virulence genes in Listeria monocytogenes. Cell, 110:551-61.

  65. Guillier, M., Allemand, F., Raibaud, S., Dardel, F., Springer, M. & Chiaruttini, C. (2002). Translational feedback regulation of the gene for L35 in Escherichia coli requires binding of ribosomal protein L20 to two sites in its leader mRNA: a possible case of ribosomal RNA-messenger RNA molecular mimicry. RNA, 8:878-89.

  66. 2000

  67. Hajnsdorf, E. & Régnier, P.(2000) Host factor HFq (HF-1) of Escherichia coli stimulates elongation of poly(A) tails by poly(A) polymerase I. Proc. Natl Acad. Sc. USA, 97, 1501-1505.

  68. Marujo, P., Hajnsdorf, E., Le Derout, J., Andrade, R., Arraiano, C. M. & Régnier, P.(2000) RNase II prevents synthesis of oligo(A)tails which destabilize the rpsO mRNA. RNA 6, 1079-90

Collaborations

 
  • Erik Aurell AlbaNova University Center, Stockholm, Suède.
  • Frederic Barras CNRS UMR, LCB, Marseille
  • Ulrich Bockelmann CNRS UMR 7083, ESCPI, Paris
  • Irina Boni Institute of Bioorganic Chemistry, Moscow, Russia.
  • Louis Droogmans ULB Bruxelles.
  • Daniel Gautheret UMR 8621 CNRS, IGM, Orsay.
  • Susan Gottesman National Cancer Institute, Bethesda, USA
  • Vladimir Kaberdin University of the Basque Country, Leioa, Espagne.
  • C. Tisné et S. Nonin-Lecomte UMR8015 CNRS, Fac. de Pharmacie, Paris.
  • I. Verstraete et O. Soutourina Institut Pasteur, Paris.

Funding since 2004

  • 2015-2017 : ANR Programme Jeunes Chercheurs. UnifyRNA Coordinateur M. Guillier "Propriétés uniques des petits ARN régulateurs dans les réseaux transcriptionnels et le contrôle traductionnel"
  • CNRS, Université Paris 7 Denis Diderot et LABEX Dynamo (2012-2020)
  • 2013-2017 : ANR Programme Blanc asSUPYCO. Coordinateur I. Iost, partenaires C. Condon et E. Hajnsdorf.
  • 2011-2014 : ANR Programme Jeunes Chercheurs. Coordinateur M. Guillier « Cascades de régulation chez Escherichia coli: le rôle des petits ARN régulateurs et des systèmes à deux composants dans la régulation de la composition membranaire et de l'homéostasie du magnésium».
  • 2005-2008 : ANR Programme Blanc. Coordinateur : Mathias Springer « Le rôle des protéines intrinsèquement dépliées dans l’assemblage du ribosome » 
  • 2011 : Union Européenne, programme Leonardo da Vinci. E. Hajnsdorf
  • 2011 : Union Européenne, programme Leonardo da Vinci. M. Guillier
  • 2007-2010 : Programme Actions Universitaires Intégrées Luso-Française (PAUILF)
  • 2005 et 2007/2008 : Ministère des Affaires Etrangères; PAI Galilée, Actions intégrées Luso-Françaises
  • 2014 : Fondation E. de Rothschild
  • 2013-2017 : Labex DYNAMO : Allocation de Recherche
  • 2009-2010 : Fondation pour la Recherche Médicale
  • 2009-2012 : Ministère de l’Enseignement et de la Recherche; Allocation de Recherche sur thème scientifique prioritaire
  • 2005-2009 ; Contrat Quadriennal Ministère de l'Education Nationale
  • 2005 et 2009 : Bonus Qualité Recherche de l’Université Paris 7
  • 2004-2006 : Programme de Recherche Fondamentale en Microbiologie, Maladies Infectieuses et Parasitaires

 

 


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